| 問題一：缺乏染色 | |
| 可能的原因 | 檢測方法和相應(yīng)的措施 |
| 沒有抗原 | 用原位雜交的方法檢測蛋白表達（有時即使能檢測到mRNA。翻譯也有可能受阻） |
| 由于錯誤的儲存方法 | 按照說明書儲存。通常，將抗體按照足夠配制單次實驗工作溶液的體積分裝。儲存在手動除霜冰箱中（-20到-70℃），避免反復(fù)凍融 |
| 無效的一抗或二抗 | 單獨檢查報告系統(tǒng)以評估試劑的有效性。 |
| 固定不充分 | 嘗試增加固定時間或改用不同的固定劑 |
| 過度固定 | 減少浸潤或固定后步驟的時間。如果必須使用浸潤法固定（例如病理實驗室中的尸檢組織或切片），可以用抗原修復(fù)試劑修復(fù)被遮蔽的表位 |
| 不兼容的二抗和一抗 | 使用可以與一抗結(jié)合的二抗。例如，如果一抗是兔源的，則使用抗兔的二抗 |
| 在與一抗孵育前抗原被破壞 | 如果內(nèi)源性過氧化物酶的封閉是在加入一抗前進行的，則改為加入一抗之后在封閉 |
| 在固定或包埋過程中表位發(fā)生改變 | 嘗試使用不同的抗原修復(fù)技術(shù)修復(fù)免疫反應(yīng)性。在58℃以下包埋組織。 |
| 抗原修復(fù)無效 | 增加修復(fù)時間或更換修復(fù)液 |
| 漏用試劑或未按正確的順序加入試劑 | 重復(fù)染色并確定使用的試劑和加入的順序正確 |
| 問題二：高背景 | |
| 可能的原因 | 檢測方法和相應(yīng)的措施 |
| 一抗或二抗的濃度過高 | 對抗體進行滴定以確定獲得特異性反應(yīng)的*濃度 |
| 抗體和組織中蛋白的疏水相互作用 | 降低抗體稀釋液的離子強度（降低鹽濃度對單克隆抗體尤其有效） |
| 一抗和/或二級試劑與組織的非特異性結(jié)合 | 一抗孵育前進行封閉（我們用1%的牛血清蛋白或者10%的正常驢血清，也可以使用脫脂奶粉） |
| 二抗的非特異性結(jié)合 | 使用去除了交叉反應(yīng)性IgG的抗體（針對樣品目標(biāo)種屬去除） |
| 組織過于干燥 | 在染色過程中避免組織干燥 |
| 試劑粘附在舊的或未制備好的玻片上 | 用新鮮制備或購買的玻片進行實驗 |
| 由于離子相互作用造成的背景 | 增加稀釋緩沖液的離子強度 |
| 問題三：細(xì)胞/組織的形態(tài)被破壞 | |
| 可能的原因 | 檢測方法和相應(yīng)措施 |
| 抗原修復(fù)方法過于激烈 | 在抗原修復(fù)的時候根據(jù)經(jīng)驗確定合適的條件以保持組織形態(tài) |
| 組織切片從玻片上脫落（更常見于冰凍切片） | 增加固定時間。根據(jù)經(jīng)驗增加額外的或更換固定劑。使用新鮮準(zhǔn)備的，帶有充足電荷的玻片 |
| 組織切片撕裂或皺褶。切片下有氣泡 | 使用鋒利的刀片重新切片或者在分析結(jié)果的時候忽略受損的區(qū)域 |
| 組織形態(tài)難以分辨 | 切片的時候切得薄些。冰晶有可能破壞冰凍切片的形態(tài) |
| 固定不充分的組織或細(xì)胞在染色時可能遭到破壞 | 增加固定時間和/或進行二次固定。提高固定劑/組織的比例。將組織切的較小以獲得更*的浸潤固定 |
| 組織的自發(fā)裂解產(chǎn)生很多染色的壞死碎片 | 增加固定時間，比率?？紤]使用交聯(lián)性固定劑 |
| 問題四：染色不正確 | |
| 可能的原因 | 檢測方法和相應(yīng)的措施 |
| 固定方法對于抗原不合適 | 嘗試不同的固定劑或增加固定時間 |
| 抗原修復(fù)方法對于抗原或組織可能不合適 | 嘗試改變抗原修復(fù)條件 |
| 抗原的靜電荷發(fā)生了改變 | 嘗試調(diào)整抗體稀釋液的pH值或陽離子濃度 |
| 沒有及時固定引起抗原的擴散 | 立即固定組織。嘗試用交聯(lián)性固定劑替換有機（醇類）固定劑 |
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